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酰基转移酶HCT的国内外研究进展

来源:原创论文网 添加时间:2019-11-07

  摘    要: 羟基肉桂酰基转移酶(hydroxycinnamoyl transferase,HCT)属于植物酰基转移酶家族的一个重要分支,具有“HXXXD”和“DFGWG”两个保守序列,以多种酰基辅酶A(肉桂酰辅酶A、对香豆酰辅酶A、咖啡酰辅酶A、阿魏酰辅酶A和芥子酰辅酶A等)作为酰基供体,催化多种底物(莽草酸、奎尼酸、4-羟基苯乳酸、龙胆酸和4-羟基苯乙胺等)形成酯类或酰胺化合物。其酰基化产物可改善植物次生代谢产物的理化性质和生物活性,因此HCT被广泛应用于开发生物质能源、改良作物品种和研制抗炎药物,对植物次生代谢产物的合成与后修饰具有重要意义。本文系统介绍了HCT的序列特点、蛋白质结构特征、酰基化反应机制和其在工业、农业及医药行业的应用,并对HCT的未来发展前景进行了展望。

  关键词: 羟基肉桂酰基转移酶; 蛋白质结构; 催化机制; 底物普适性;

  Abstract:  Hydroxycinnamoyl transferase( HCT),defined by the presence of two motifs,‘HXXXD'and ‘DFGWG',represents an important branch of plant acyltransferases. HCT has catalytic activity on the substrates including shikimic acid,quinic acid,4-hydroxyphenyl lactic acid,gentisic acid and 4-hydroxyphenethylamine,with acyl-CoA as an acyl donor( cinnamoyl-CoA,p-coumyl-CoA,caffeoyl-CoA,feruloyl-CoA,and sinayl-CoA). Esters or amides acylated by HCT can improve the physicochemical properties and biological activities of secondary metabolites in plants. Therefore, HCT has been extensively applied in development of novel biomass energy,improvement of crop varieties and discovery of anti-inflammatory drugs. Therefore,HCT has significant effects on the post-modification of esters and amides of plants. This review comprehensively summarizes the sequence characteristics, structural features,acylation reaction mechanism and applications in commercial,agricultural and pharmaceutical industries of HCT. The future development of HCT is also prospected.

  Keyword: hydroxycinnamoyl transferase(HCT); protein structure; catalytic mechanism; substrate promiscuity;

  植物在生长发育过程中会产生许多具有特殊活性功能的次生代谢产物,这些次生代谢产物通常需要经过多步修饰后才能发挥出独特的活性效果。其中,酰基化是修饰植物次生代谢产物的至关重要的过程。该过程通过酰基转移酶的催化,以改变次生代谢产物的挥发性、极性等理化性质和相关的生物活性,进而影响生物体的遗传、物质代谢和信号传导过程[1]。

  最有代表性的植物酰基转移酶当属BAHD家族,它通过催化酰基辅酶A(Co A,酰基供体)与底物中的羟基或氨基的反应来合成多种产物,并以该家族中4种代表性酶的首字母命名,即来自仙女扇(Clarkia breweri)的苯甲醇O-乙酰转移酶(benzylalcohol O-acetyltransferase,BEAT),来自龙胆(Gentiana triflora)的花青素O-羟基肉桂酰基转移酶(anthocyanin O-hydroxycinnamoyltransferase,AHCT),来自石竹(Dianthus caryophyllus)的邻氨基苯甲酸N-羟基肉桂酰/苯甲酰转移酶(anthranilate N-hydroxycinnamoyl/benzoyltransferase,HCBT)和来自长春花(Catharanthus roseus)的去乙酰基文多灵4-O乙酰转移酶((deacetylvindoline 4-O-acetyltransferase,DAT)[2,3]。D’Auria等[1]通过系统发育分析,将BAHD分为5个分支,其中有3个分支(分支1、4和5)含有羟基肉桂酰基转移酶(hydroxycinnamoyl transferase,HCT)。

  2004年,Hoffmann等[4]分析了烟草茎的抽提物,从中分离纯化出一种能够水解羟基肉桂酰基辅酶A酯的蛋白质,并克隆出相应的基因。他们发现,该蛋白质能够催化对香豆酰辅酶A合成莽草酸/奎尼酸酯,具有莽草酸羟基肉桂酰基转移酶和奎尼酸羟基肉桂酰基转移酶的双重活性,并将其命名为羟基肉桂酰基转移酶。进一步的研究表明:HCT具有底物普适性,可酰化多种底物,其中酰基供体包括:肉桂酰辅酶A、对香豆酰辅酶A、咖啡酰辅酶A、阿魏酰辅酶A和芥子酰辅酶A等;酰基化底物包括:莽草酸、奎尼酸、4-羟基苯乳酸、龙胆酸和4-羟基苯乙胺等[5,6,7,8]。
 

酰基转移酶HCT的国内外研究进展
 

  近年来,国内外研究人员对HCT展开了广泛的研究。目前,已从烟草(Nicotiana)[4]、番茄(Lycopersicon)[9]、桉树(Eucalyptus)[10]、辐射松(Pinus)[11]、白菜(Brassicaceae)[12]、拟南芥(Arabidopsis)[13]、杨树(Populus)[14]、紫花苜蓿(Medicago)[15]和苔藓(Plagiochasma)[16]中分离获得编码HCT蛋白的cDNA,并成功实现了克隆和异源表达。例如:2018年,山东大学娄红祥课题组[16]从钝鳞紫背苔(Plagiochasma appendiculatum)和粗裂地钱(Marchantia paleacea)两个苔藓物种的转录组数据中,筛选出2个HCT基因,发现其基因序列长度,相比其他高等植物多出一部分。研究证实,这段序列与亚细胞定位有关。2018年,安徽农业大学蔡永萍课题组[17]以砀山酥梨(Pyrus bretschneideri cv.Dangshan Su)为材料,从其基因组中筛选、鉴定出95条BAHD家族成员的基因,PbACT3和PbACT6编码蛋白质可能参与梨果实木质素的生物合成,具有与HCT相似的催化机制。2016年,美国麻省理工学院Jingke Weng研究组解析获得拟南芥和彩叶草(Plectranthus scutellarioides)中HCT的晶体结构,并在2018年分析了HCT的关键氨基酸,发现精氨酸在底物识别中具有重要作用[18,19]。2018年,美国橡树岭国家实验室Wellington Muchero研究组发现,杨树中的酰基转移酶基因PtHCT2与绿原酸的含量有关。利用基于原生质体瞬时表达系统验证发现,在植物抗病过程中,PtHCT2受WRKY转录因子的调节[20]。

  HCT作为天然产物生物合成过程中的关键酶,已受到越来越多的关注。本文从酶的结构特征、催化机制和应用领域等方面对近年来国内外酰基转移酶HCT的相关研究进展进行综述,并对HCT的未来发展前景进行了展望。

  1、 羟基肉桂酰基转移酶的结构特征

  1.1、 HCT的一级结构

  氨基酸序列分析表明,HCT都是单体酶,分子质量在48~55 k D之间,平均氨基酸数约为445个。HCT在不同物种间的序列一致性很低,仅有25%~34%[21],均含有2个保守基序(Fig.1),分别是“HXXXD”基序和“DFGWG”基序[22,23]。

  第1个保守基序“HXXXD”,位于蛋白质序列中间,处于蛋白质催化反应中心。其中,组氨酸残基His和天冬氨酸残基Asp在该家族成员中严格保守[24,25]。第2个保守基序“DFGWG”,位于蛋白质序列C末端。虽然距离活性位点较远而且不直接参与催化过程,但是有研究表明,突变部分氨基酸会导致该酶丧失生物活性[25]。

  1.2、 HCT的二级和三级结构

  蛋白质的结构特征为其特定空间构象和特异生物学功能奠定了基础。BAHD家族第一个晶体结构的报道来自于萝芙木属(Rauvolfia)的文诺林合酶(vinorine synthase,VS)[25]。文诺林合酶作为一种乙酰基转移酶,在单萜类吲哚生物碱的生物合成中发挥重要作用[26]。VS的蛋白质结构(Fig.2A,2BGH)由2个大小相似的结构域组成,包含14个β-折叠(β1-β14)和13个α-螺旋(α1-α13)。其中,结构域Ⅰ中含有6个β-折叠(β1-β2,β5-β7,β12),两侧被7个α-螺旋(α1-α7)覆盖。结构域Ⅱ含有6个α-螺旋和6个β-折叠(β8-β11,β13-β14),其中β9和β10之间的环(loop)延伸到结构域Ⅰ并与α6接触。结构域Ⅰ和结构域Ⅱ之间通过1个跨越近36的大交叉环相连。随后,研究人员陆续解析获得包括HCT在内的25个植物来源BAHD家族蛋白质的晶体结构(Fig.2B)。其中,酰基转移酶HCT的晶体结构有13个(见Table 1)。

  Multiple sequence alignment highlights two conservative regions of HCT
Multiple sequence alignment highlights two conservative regions of HCT

  Fig.2 Structure of HCT(including other members of the BAHD family)
Fig.2 Structure of HCT(including other members of the BAHD family)

  (A)2BGH:The structure of vinorine synthase.Secondary structure elements are labeled(α1-α13 andβ1-β14),and domains 1 and 2 are indicated.The large crossover loop(residues 201-213)that connects both domains is marked in blue.The conserved and catalytic residues His160 and Asp164 are shown in ball-and-stick representation(PDB ID:2BGH);4G0B:The overall structures of HCT,The N-terminal domain(residues1-189)is colored in blue and the C-terminal domain(residues 224-434)is colored in gold(PDB ID:4G0B);4KEC:The pcoumaroyl shikimate is in blue and HS-CoA is in green.The glycosidic bond dihedral angles of the adenosine unit of p-coumaroylCo A in both binary and ternary complexes adopt the syn conformation(PDB ID:4KEC).(B)The crystal structure of BAHD solved over the years.The orange shaded portion of the ellipse represents the HCT crystal structures[18,19,25,27-33]

  Fig.2展示了近几年解析的HCT晶体结构。2012年,Lallemand等[32]获得了第1个HCT的晶体结构,通过分子置换从中粒咖啡(Coffea canephora)中结晶获得HCT蛋白(Fig.2 A,4G0B)。由于4G0B的结晶是单一晶体,未获得酶与底物及酰基辅酶A的复合晶体结构,因此不能确定HCT与底物相互作用的氨基酸位点。2013年,Walker等[27]报道了高粱(Sorghum bicolor)中HCT与酰基化产物的复合晶体结构sbHCT(Fig.2 A,4KEC)。在结构域Ⅰ和结构域Ⅱ之间,可以观察到产物4-香豆酰莽草酸酯和游离的辅酶A。其中精氨酸Arg371、苏氨酸Thr384和色氨酸Trp386为关键催化位点。2016年,Eudes等[33]报道了柳枝稷(Panicum virgatum)中HCT与反应底物的复合晶体结构(PDB ID:5FAL),由PvHCT2a、对香豆酰辅酶A和原儿茶酸组成。与Walker等的结果相似,底物结合在2个对称的结构域Ⅰ和结构域Ⅱ的中间位置,且原儿茶酸和PvHCT2a的结合方式与莽草酸和sb HCT的结合方式类似,底物结构中的羧基可与HCT中的精氨酸Arg369形成紧密的盐桥。通过HCT晶体结构之间的对比发现,虽然HCT序列的一致性较低,但HCT蛋白质结构具有一定的相似性,且底物结合位点都位于两个结构域之间。以上报道的HCT晶体结构,都是由1个大交叉环连接的2个大小相似的结构域组成。这些晶体结构,尤其是复合物的晶体结构,为HCT催化机制的研究提供了参考依据。

  SO4:Sulfate ion;GOL:Glycerol;CL:Chloride ion;4KE:(3R,4S,5R)-3,4-dihydroxy-5-{[(2E)-3-(4-hydroxyphenyl)prop-2-enoyl]oxy}cyclohex-1-ene-1-carboxylic acid;COA:Coenzyme A;PG4:Tetraethylene glycol;SKT:(3~{R},4~{R},5~{R})-5-[(~{E})-3-(4-hydroxyphenyl)prop-2-enoyl]oxy-3,4-bis(oxidanyl)cyclohexene-1-carboxylic acid;DHB:3,4-dihydroxybenzoic acid;WCA:p-coumaroyl-CoA;53C:1-(3-hydroxyphenyl)ethanone;6TO:(3~{R},4~{S},5~{R})-3-[(~{E})-3-(4-hydroxyphenyl)prop-2-enoyl]oxy-4,5-bis(oxidanyl)cyclohexene-1-carboxylic acid

  2、 羟基肉桂酰基转移酶的催化机制

  2.1、 HCT的反应机制

  蛋白质独特的空间结构是HCT发挥功能的基础。根据酶与底物结合的复合物晶体结构,2013年,Walker等[27]首次提出了SbHCT的催化机制。SbHCT结构中的组氨酸His162可以从莽草酸中获取质子,引发莽草酸的氧负离子亲核进攻辅酶A硫酯上的羰基碳,形成四面体中间体。该四面体中间体可通过与苏氨酸Thr384和色氨酸Trp386的2个侧链形成氢键得以稳定。最后,中间体质子化,辅酶A脱落,获得酰基化产物酯或酰胺。

  2016年,Levsh等[18]对与莽草酸和对香豆酰辅酶A结合的At HCT三元复合物结构进行了深入研究,进一步完善了HCT的催化机制(Fig.3A)。At HCT的N-末端结构域中普遍保守的组氨酸His153,通过τ-氮与酰基受体底物莽草酸的5-羟基形成氢键,将莽草酸的5-羟基去质子化,引发莽草酸对酰基供体对香豆酰辅酶A羰基碳的亲核进攻。同时,来自C-末端结构域色氨酸Trp371的吲哚氮与对香豆酰辅酶A的羰基氧形成氢键,可稳定亲核进攻后形成的四面体中间体。在催化反应的最后步骤中,辅酶A作为离去基团从四面体中间体释放,生成对香豆酰基莽草酸酯。此外,At HCT中的苏氨酸Thr369和精氨酸Arg356也能够帮助其识别莽草酸。苏氨酸Thr369可与莽草酸的3-羟基形成氢键,精氨酸Arg356则与莽草酸的羧基形成盐桥。综上可以看出:组氨酸His、苏氨酸Thr、色氨酸Trp和精氨酸Arg这4个保守氨基酸残基,在酶催化反应中发挥着至关重要的作用。

  HCT蛋白的结构和反应过程展示了该蛋白质家族的特性,这些特性与酰基供体和受体底物的特殊性有关。蛋白质结构与功能的研究结果表明,HCT中对结合重要的残基位于α1~β3中,参与结合羟基肉桂酰基部分和酰基受体部分。在HCT中,保守的精氨酸残基Arg356参与底物的识别,精氨酸侧链和莽草酸羧基之间形成盐桥,赋予酰基受体底物与酰基供体底物结合的亲和力。HCT具有较大的疏水口袋,可以通过增加酶与底物之间的有效接触面积来提高催化效率[34]。也使含有羟基或胺基官能团的内源代谢产物作为潜在底物,进入疏水腔中与活性位点结合(Fig.3B)[18]。2018年,Chiang等[19]结合X射线晶体学和分子动力学模拟技术,研究了来自不同植物物种的5个HCT的底物普适性。结果发现,这5种HCT的精氨酸侧链的柔韧性存在明显差异。与其他4种HCT相比,SmHCT的精氨酸Arg372明显向外突出,这可能是精氨酸具有底物识别作用的重要原因。非天然底物在距离催化中心约8的位置与HCT有1个相对较弱的亲和力,维持1μs后就会离开该位置进入催化中心,与精氨酸形成氢键来稳定构象。对于受扩散影响较大的反应,远离催化中心进行短暂结合能显着提高反应速率,而且这种偏离中心的结合位点可能会形成一种低垒氢键机制,促进某些酶对底物的耐受性。

  2.2 、HCT的底物普适性

  莽草酸和奎尼酸是目前研究最多的HCT酰基受体底物。它们在结构之间的主要区别是:奎尼酸C-1处存在羟基,而莽草酸在C-1和C-6之间存在双键,导致多元醇的空间形态不同。在不同的HCT中,严格保守的疏水性氨基酸残基亮氨酸Leu400和苯丙氨酸Phe402,位于酰基受体分子C-1附近。这些残基的疏水性越强,越有利于通过范德华力相互作用,与底物结合[19]。将亮氨酸Leu400和苯丙氨酸Phe402突变为酪氨酸Tyr时,HCT可与底物酰基受体底物C-1上的羟基形成氢键,因此更有利于与奎尼酸结合[32]。这些氨基酸残基所属区域,在BAHD家族的其他进化枝V族成员中有所不同,包括红三叶草(Trifolium pratense)TpHCT2[35]和迷迭香酸合酶(rosmarinic acid synthase,RAS)[36]。它们可以结合完全不同的酰基受体分子。因此,亮氨酸Leu400和苯丙氨酸Phe402所在的区域是不同的酰基受体基团的结合位点,可以通过突变该区域中的氨基酸残基来调节活性位点,以接受新的天然或人工合成型底物[18]。

  同时,人们也展开了对HCT酰基供体和底物的研究。Hoffmann等[37]分别用4种不同的酰基辅酶A:4-香豆酰辅酶A,咖啡酰辅酶A,阿魏酰辅酶A及芥子酰辅酶A,测试了烟草来源HCT的催化活性。结果显示,该酶可催化4种酰基供体底物生成酯类产物,但HCT对莽草酸的亲和力明显强于奎尼酸。来自刺棘蓟(Cynara cardunculus)的HCT能够与4-香豆酰辅酶A和咖啡酰辅酶A合成莽草酸酯及奎尼酸酯,其中奎尼酸是其最佳底物[38]。Sullivan等[35,39]从红三叶草中克隆并表达2个HCT。其中,TpHCT1可形成4-香豆酰-莽草酸酯和咖啡酰莽草酸酯,还可形成少量奎尼酸酯,而Tp HCT2可催化合成4-香豆酰-苹果酸酯和咖啡酰苹果酸酯。Landmann等[5]克隆并表达了来自薰衣草(Lavandula angustifolia L.)中的HCT,并合成了以下代谢物:4-香豆酰莽草酸酯和咖啡酰莽草酸酯,4-香豆酰苯乙胺和咖啡酰苯乙胺,4-香豆酰酪胺和咖啡酰酪胺,咖啡酰邻氨基苯甲酸酯。这些研究表明,HCT在选择酰基供体和酰基受体底物方面相当宽松,可利用该特点对特殊酯类和酰胺类“天然产物”进行生物合成。

  Fig.3 Catalytic mechanism of HCT
Fig.3 Catalytic mechanism of HCT

  (A)Proposed catalytic mechanism of HCT.His153 serves as a general base by abstracting a proton from shikimic acid during catalysis.(B)Hydrophobic pockets of HTC when combined with natural or nonnatural substrates.An Arg handle dictates acyl acceptor specicity in HCT[18].

  3 、羟基肉桂酰基转移酶的应用

  随着合成生物学技术的发展,许多结构复杂的化合物已经实现了在大肠杆菌、酵母等工程菌中的生物合成,HCT相关的合成生物学研究也取得了一定的进展。酰基转移酶HCT由于其独特的蛋白质结构特征及底物普适性,因此在开发生物能源、改良作物品种、开发抗氧化和抗炎药物方面得到广泛的应用。

  酰基转移酶HCT是木质素合成途径中的关键酶。木质素是一种疏水性的聚合物,它作为全球数量最大的可再生资源,可生物转化为乙醇燃料,因此在生物能源方面具有重要的应用前景。研究发现,当木质素含量较高时,会阻碍木质纤维素的酶解糖化[40,41]。在木质素的合成途径(Fig.4A)中,对香豆酰辅酶A经过HCT等一系列酶的催化可产生松柏醇和芥子醇,它们分别是愈创木基木质素和紫丁香基木质素的前体化合物。Eudes等[33]依据HCT具有底物普适性的特点,利用基因工程手段提高HCT对非天然底物的利用率来阻碍松柏醇和芥子醇的合成,从而降低木质素的含量,改善木质纤维素的酶解糖化。2018年,劳伦斯伯克利国家实验室Henrik V.Scheller研究组,利用合成生物学技术和基因叠加工具,通过HCT调节木质素产量,设计出生物质组成更佳的生物能源作物[42]。此外,增加木质素的含量有益于农作物的生长、组织器官的发育、改善农作物的抗病和抗倒伏能力。有研究通过合成生物学手段,过表达HCT来增加作物木质素的产量,进而改善农作物性质[43,44]。

  据文献报道,许多植物的次生代谢产物具有预防疾病的功能[45],其中羟基肉桂酸具有抗氧化、抑制病毒感染和抗炎的作用[46]。然而,羟基肉桂酸的溶解度较低,限制了其应用。Kim等[47]通过引入来源于绿原酸合成途径(Fig.4B)中的HCT,构建了羟基肉桂酸微生物细胞工厂,应用生物转化技术合成了甘油羟基肉桂酸酯,增加了羟基肉桂酸的溶解度,为进一步开发高性能的抗炎、抗氧化的药物奠定了基础。Cha等[48]系统地改造了大肠杆菌葡萄糖下游代谢途径,引入奎尼酸羟基肉桂酰基转移酶用于合成抗氧化剂绿原酸,比从咖啡酸合成绿原酸节省了成本。咖啡酰基苹果酸属于一种天然抗氧化剂,Li等[49]通过共表达红三叶草中的羟基肉桂酰基转移酶基因HCT2及其他外源修饰基因,优化了大肠杆菌酪氨酸代谢途径,以增加底物咖啡酸的供应,实现在大肠杆菌中高效生产咖啡酰基苹果酸。Eudes等[50]通过异源表达TpHCT2,实现在酵母中高效合成咖啡酰基苹果酸。此外,本课题组最近从苦皮藤(Celastrus angulatus Max.)的转录组数据中筛选获得HCT基因序列,正在通过构建大肠杆菌和酵母表达载体对其进行异源表达与功能鉴定。

  Fig.4 Biosynthetic pathways of chlorogenic acid and lignin
Fig.4 Biosynthetic pathways of chlorogenic acid and lignin

  (A)Biosynthesis pathway of lignin monomers.The double-headed arrows illustrate coenzyme(Co ASH),quinate acid,and shikimate acid recycling after the 3-hydroxylation step.C4H,cinnamate 4-hydroxylase;CAD,cinnamyl-alcohol dehydrogenase;CCo AOMT,caffeoyl-CoA O-methyltransterase;CCR,cinnamoylCo A reductase;COMT I,caffeic/5-hydroxyferulic acid O-methyltransferase;F5H,ferulate 5-hydroxylase;SAD,sinapyl-alcohol dehydrogenase.(B)Three proposed pathways for chlorogenic acid.PAL,phenylalanine ammonia-lyase;UGCT,UDP glucose:cinnamate glucosyl transferase;4CL,4-coumarate-CoA ligase;C4H,cinnamic acid 4-hydroxylase;HCGQT,hydroxycinnamoyl D-glucose:quinate hydroxycinnamoyl transferase;HCT,Hydroxycinnamoyl transferase;C3’H,coumaroyl quinate/shikimate3'-hydroxylase[4,51]

  4、 问题与展望

  截止到目前,已有13个HCT蛋白的晶体结构获得了解析,该蛋白质结合腔的关键氨基酸残基已经初步确定。但是,在HCT的作用机制研究方面仍有待深入探讨,例如:2018年,Chiang等[19]通过分子模拟发现,HCT中的Arg可识别天然和非天然的酰基受体底物,从而完成酰基化反应。但他们没有分析HCT与不同辅酶A的结合机制。解决这一问题能为新酶筛选、提升活性和定向进化提供思路[52,53]。通过分析酶与底物之间复杂的动态相互作用,运用蛋白质工程等手段来改造酶,可拓宽酶的功能,从而增加代谢产物的多样性[54]。与HCT酶学特征变化多样的特点相比,目前对其催化性质的研究仍显不足,还需要对HCT的催化位点和功能特性进行更深入的研究。通过结合诸如结构生物学、酶动力学、分子动力学模拟和多点突变筛选的方法,获得更多关于HCT的作用机制和进化的信息,从而为天然产物特殊结构的多样化衍生提供酶学基础。

  当前,合成生物学已经广泛应用于各类天然产物的生产中。通过挖掘植物源和动物源天然活性代谢物的合成路径,可将其整体构建到模式微生物体系中,并通过途径模块强化,最终实现目标代谢物的异源合成[55]。酰基化是代谢物合成路径中的关键步骤,对代谢物结构的多样性有着至关重要的影响。例如,紫杉醇的生物合成途径中需要5步酰基化反应[56]。HCT也可以生物合成具有杀虫作用的天然产物,例如,苦皮藤素V等倍半萜多元醇酯。HCT作为天然产物酰基化过程的关键酶之一,已显示出在合成生物学中巨大的应用潜力,必将会进一步促进天然产物的开发与利用。

  参考文献

  [1] D’Auria JC. Acyltransferases in plants:a good time to be BAHD[J]. Curr Opin Plant Biol,2006,9(3):331-340
  [2]刘雨雨,莫婷,王晓晖,等.植物来源BAHD酰基转移酶家族研究进展[J].中国中药杂志(Liu Y Y,Mo T,Wang X H,et al. Research progress of plant BAHD acyltransferase family[J].China J Chin Mater Med),2016,41(12):2175-2182
  [3] Tuominen L K,Johnson VE,Tsai CJ. Differential phylogenetic expansions in BAHD acyltransferases across five angiosperm taxa and evidence of divergent expression among Populus paralogues[J]. BMC Genomics,2011,12:236
  [4] Hoffmann L, Besseau S, Geoffroy P, et al. Silencing of hydroxycinnamoyl-coenzymeAshikimate/quinate hydroxycinnamoyltransferase affects phenylpropanoid biosynthesis[J]. Plant Cell,2004,16(6):1446-1465
  [5] Landmann C,Hucherig S,Fink B,et al. Substrate promiscuity of a rosmarinic acid synthase from lavender(Lavandula angustifolia L.)[J]. Planta,2011,234(2):305-320
  [6] Molina I, Kosma D. Role of HXXXD-motif/BAHD acyltransferases in the biosynthesis of extracellular lipids[J].Plant Cell Rep,2015,34(4):587-601
  [7] Werner V,Petersen M. A BAHD hydroxycinnamoyltransferase from Actaea racemosa catalyses the formation of fukinolic and cimicifugic acids[J]. Planta,2019,250(2):475-485
  [8] Sullivan M L,Bonawitz N D. Spectrophotometric determination of reaction rates and kinetic parameters of a BAHD acyltransferase using DTNB(5,5-dithio-bis-[2-nitrobenzoic acid])[J]. Plant Sci,2018,269:148-152
  [9] Niggeweg R,Michael A J,Martin C. Engineering plants with increased levels of the antioxidant chlorogenic acid[J]. Nat Biotechnol,2004,22(6):746-754
  [10] Ricardo H. Genes encoding enzymes of the lignin biosynthesis pathway in Eucalyptus[J]. Genet Mol Biol,2005,28(3):601-607
  [11] Wagner A,Ralph J,Akiyama T,et al. Exploring lignification in conifers by silencing hydroxycinnamoyl-CoA:shikimate hydroxycinnamoyltransferase in Pinus radiata[J]. Proc Natl Acad Sci USA,2007,104(28):11856-11861
  [12] Zhang S H,Yang Q,Ma R C. Erwinia carotovora ssp. carotovora infection induced “defense lignin” accumulation and lignin biosynthetic gene expression in Chinese cabbage(Brassica rapa L. ssp. pekinensis)[J]. J Integr Plant Biol,2007,49(7):993-1002
  [13] Besseau S, Hoffmann L, Geoffroy P, et al. Flavonoid accumulation in Arabidopsis repressed in lignin synthesis affects auxin transport and plant growth[J]. Plant Cell,2007,19(1):148-162
  [14] Shi R,Sun YH,Li Q,et al. Towards a systems approach for lignin biosynthesis in Populus trichocarpa:transcript abundance and specificity of the monolignol biosynthetic genes[J]. Plant Cell Physiol,2010,51(1):144-163
  [15] Bhattarai K, Rajasekar S, Dixon R A, et al. Agronomic Performance and Lignin Content of HCT Down-Regulated Alfalfa(Medicago sativa L.)[J]. Bioenergy Res,2018,11(3):505-515
  [16] Wu Y F,Zhao Y,Liu X Y,et al. Isolation and functional characterization of Hydroxycinnamoyl transferases from the liverworts Plagiochasma appendiculatum and Marchantia paleacea[J]. Plant Physiol Biochem,2018,129:400-410
  [17]孙燕铭,李亿红,程曦,等.梨BAHD家族成员的鉴定、序列特征及表达分析[J].核农学报(Sun Y M,Li Y H,Cheng X,et al. Identification, sequence characterization and expression analysis of pear BAHD family members[J]. J Nucl Agric Sin),2018,32(10):1917-1930
  [18] Levsh O,Chiang Y C,Tung C F,et al. Dynamic Conformational States Dictate Selectivity toward the Native Substrate in a Substrate-Permissive Acyltransferase[J]. Biochemistry,2016,55(45):6314-6326
  [19] Chiang Y C,Levsh O,Lam C K,et al. Structural and dynamic basis of substrate permissiveness in hydroxycinnamoyltransferase(HCT)[J]. PLoS Comput Biol,2018,14(10):e1006511
  [20] Zhang J,Yang Y,Zheng K,et al. Genome-wide association studies and expression-based quantitative trait loci analyses reveal roles of HCT2 in caffeoylquinic acid biosynthesis and its regulation by defense-responsive transcription factors in Populus[J]. New Phytol,2018,220(2):502-516
  [21] Bayer A,Ma X,Stckigt J. Acetyltransfer in natural product biosynthesis-functional cloning and molecular analysis of vinorine synthase[J]. Bioorg Med Chem,2004,12(10):2787-2795
  [22] Burhenne K,Kristensen B K,Rasmussen S K. A new class of N-hydroxycinnamoyltransferases. Purification, cloning, and expression of a barley agmatine coumaroyltransferase(EC2. 3. 1. 64)[J]. J Biol Chem,2003,278(16):13919-13927
  [23] St-Pierre B, Luca V D. Chapter Nine-Evolution of acyltransferase genes:Origin and diversification fo the BAHD superfamily of acyltransferases involved in secondary metabolism[J]. Recent Adv Phytochem,2000,34:285-315
  [24] Sonnante G, D’ Amore R, Blanco E, et al. Novel hydroxycinnamoyl-coenzyme A quinate transferase genes from artichoke are involved in the synthesis of chlorogenic acid[J].Plant Physiol,2010,153(3):1224-1238
  [25] Ma X,Koepke J,Panjikar S,et al. Crystal structure of vinorine synthase,the first representative of the BAHD superfamily[J]. J Biol Chem,2005,280(14):13576-13583
  [26]杨致荣,陈钊,李润植.茉莉素介导的长春花生物碱次生代谢转录调控机制[J].中国生物化学与分子生物学报(Yang Z R,Chen Z,Li R Z. Jasmonates-induced transcriptional machineries of alkanoid metabolism in catharanthus roseus[J]. Chin J Biochem Mol Biol),2014,30(6):533-542
  [27] Walker A M,Hayes R P,Youn B,et al. Elucidation of the structure and reaction mechanism of sorghum hydroxycinnamoyltransferase and its structural relationship to other coenzyme a-dependent transferases and synthases[J]. Plant Physiol,2013,162(2):640-651
  [28] Unno H,Ichimaida F,Suzuki H,et al. Structural and mutational studies of anthocyanin malonyltransferases establish the features of BAHD enzyme catalysis[J]. J Biol Chem,2007,282(21):15812-15822
  [29] Garvey G S, Mc Cormick S P, Rayment I. Structural and Functional Characterization of the TRI101 Trichothecene 3-OAcetyltransferase from Fusarium sporotrichioides and Fusarium graminearum[J]. J Biol Chem,2008,283(3):1660-1669
  [30] Garvey G S,Mc Cormick S P,Alexander N J,et al. Structural and functional characterization of TRI3 trichothecene 15-Oacetyltransferase from Fusarium sporotrichioides[J]. Protein Sci,2009,18(4):747-761
  [31] Manjasetty B A,Yu X H,Panjikar S,et al. Structural basis for modification of flavonol and naphthol glucoconjugates by Nicotiana tabacum malonyltransferase(Nt Ma T1)[J]. Planta,2012,236(3):781-793
  [32] Lallemand L A,Zubieta C,Lee S G,et al. A structural basis for the biosynthesis of the major chlorogenic acids found in coffee[J]. Plant Physiol,2012,160(1):249-260
  [33] Eudes A,Pereira J H,Yogiswara S,et al. Exploiting the substrate promiscuity of hydroxycinnamoyl-CoA:shikimate hydroxycinnamoyl transferase to reduce lignin[J]. Plant Cell Physiol,2016,57(3):568-579
  [34] Bar-Even A,Milo R,Noor E,et al. The Moderately Efficient Enzyme:Futile Encounters and Enzyme Floppiness[J].Biochemistry,2015,54(32):4969-4977
  [35] Sullivan M. A novel red clover hydroxycinnamoyl transferase has enzymatic activities consistent with a role in phaselic acid biosynthesis[J]. Plant Physiol,2009,150(4):1866-1879
  [36] Berger A,Meinhard J,Petersen M. Rosmarinic acid synthase is a new member of the superfamily of BAHD acyltransferases[J].Planta,2006,224(6):1503-1510
  [37] Hoffmann L,Maury S,Martz F,et al. Purification,cloning,and properties of an acyltransferase controlling shikimate and quinate ester intermediates in phenylpropanoid metabolism[J]. J Biol Chem,2003,278(1):95-103
  [38] Comino C,Lanteri S,Portis E,et al. Isolation and functional characterization of a c DNA coding a hydroxycinnamoyltransferase involved in phenylpropanoid biosynthesis in Cynara cardunculus L[J]. BMC Plant Biol,2007,7:14
  [39] Sullivan M L, Zarnowski R. Red clover HCT2, a hydroxycinnamoyl-coenzyme A:malate hydroxycinnamoyl transferase,plays a crucial role in biosynthesis of phaselic acid and other hydroxycinnamoyl-malate esters in vivo[J]. Plant Physiol,2011,155(3):1060-1067
  [40] Zhou X,Ren S,Lu M,et al. Preliminary study of Cell Wall Structure and its Mechanical Properties of C3H and HCT RNAi Transgenic Poplar Sapling[J]. Sci Rep,2018,8(1):10508
  [41] Mondal S K,Roy S. Genome-wide sequential,evolutionary,organizational and expression analyses of phenylpropanoid biosynthesis associated MYB domain transcription factors in Arabidopsis[J]. J Biomol Struct Dyn,2018,36(6):1577-1601
  [42] Aznar A,Chalvin C,Shih P M,et al. Gene stacking of multiple traits for high yield of fermentable sugars in plant biomass[J].Biotechnol Biofuels,2018,11(1):2
  [43] Peng H,Yang T,Whitaker B D,et al. Characterization of spermidine hydroxycinnamoyl transferases from eggplant(Solanum melongena L.)and its wild relative Solanum richardii Dunal[J]. Hortic Res,2016,3:16062
  [44] Kang K,Jang S M,Kang S,et al. Enhanced neutraceutical serotonin derivatives of rice seed by hydroxycinnamoyl-CoA:serotonin N-(hydroxycinnamoyl)transferase[J]. Plant Sci,2005,168(3):783-788
  [45] Dewick P M. Medicinal Natural Products:A Biosynthetic Approach,Second Edition[M]. New Jersey:Wiley,2001
  [46] Salazar-Lopez N J,Gonzalez-Aguilar G A,Rouzaud-Sandez O,et al. Bioaccessibility of hydroxycinnamic acids and antioxidant capacity from sorghum bran thermally processed during simulated in vitro gastrointestinal digestion[J]. J Food Sci Technol,2018,55(6):2021-2030
  [47] Kim I A, Kim B G, Kim M, et al. Characterization of hydroxycinnamoyltransferase from rice and its application for biological synthesis of hydroxycinnamoyl glycerols[J].Phytochemistry,2012,76:25-31
  [48] Cha M N,Kim H J,Kim B G,et al. Synthesis of chlorogenic acid and p-coumaroyl shikimates from glucose using engineered Escherichia coli[J]. J Microbiol Biotechnol,2014,24(8):1109-1117
  [49] Li T,Zhou W,Bi H,et al. Production of caffeoylmalic acid from glucose in engineered Escherichia coli[J]. Biotechnol Lett,2018,40(7):1057-1065
  [50] Eudes A, Juminaga D, Baidoo E E, et al. Production of hydroxycinnamoyl anthranilates from glucose in Escherichia coli[J]. Microb Cell Fact,2013,12:62
  [51] Zhao L,Wang D,Liu J,et al. Transcriptomic analysis of key genes involved in chlorogenic acid biosynthetic pathway and characterization of Ma HCT from Morus alba L.[J]. Protein Expr Purif,2019,156:25-35
  [52] Sander M, Petersen M. Distinct substrate specificities and unusualsubstrateflexibilitiesoftwo hydroxycinnamoyltransferases, rosmarinic acid synthase and hydroxycinnamoyl-CoA:shikimate hydroxycinnamoyl-transferase,from Coleus blumei Benth[J]. Planta,2011,233(6):1157-1171
  [53] Eskandari H,Al-Mansour N,Ehsanpour A A. Rosmarinic acid ameliorates the negative effects of salinity in in vitro-regenerated potato explants(Solanum tuberosum L.)[J]. Acta Physiol Plant,2018,40:74
  [54] Vattekkatte A,Garms S,Brandt W,et al. Enhanced structural diversity in terpenoid biosynthesis:enzymes, substrates and cofactors[J]. Org Biomol Chem,2018,16(3):348-362
  [55] Eudes A,Mouille M,Robinson D S,et al. Exploiting members of the BAHD acyltransferase family to synthesize multiple hydroxycinnamate and benzoate conjugates in yeast[J]. Microb Cell Fact,2016,15(1):198
  [56] Croteau R,Ketchum R E,Long R M,et al. Taxol biosynthesis and molecular genetics[J]. Phytochem Rev,2006,5(1):75-97

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